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Revista Científica UDO Agrícola
Universidad de Oriente Press
ISSN: 1317-9152
Vol. 4, Num. 1, 2004, pp. 1-20

Revista Científica UDO Agrícola Vol. 4, Núm. 1, 2004, pp. 1-20

Fijación biológica de nitrógeno

Biological Nitrogen Fixation

Juliana Mayz-Figueroa

Universidad de Oriente, Núcleo de Monagas, Laboratorio de Rizobiología, Campus Juanico, Maturín, Estado Monagas. Email: julianamayz@cantv.net

Code Number: cg04001

RESUMEN

Esta revisión es acerca de los organismos fijadores de nitrógeno, viviendo libres o en asociación con plantas terrestres. Se discute su hábitat, morfología y los aspectos fisiológicos; se incluyen, la ubicación de las estructuras involucradas en la Fijación Biológica de Nitrógeno, los mecanismos de protección de la nitrogenasa, las vías metabólicas de incorporación del nitrógeno fijado y los compuestos nitrogenados transportados vía xilema o floema. Además, se citan géneros y especies de organismos o sistemas fijadores que se localizan en el territorio de Venezuela, indicando el colector y el herbario de referencia.

Palabras Clave: Fijación Biológica de Nitrógeno, Microorganismos de vida libre, Asociaciones, Nitrogenasa.

ABSTRACT

This review is about nitrogen-fixing organisms, free-living or living in association with terrestrial plants. Their habitat, morphology and physiological aspects are discussed; location of the involved structures in the Biological Nitrogen Fixation, mechanisms of nitrogenase protection, metabolic routes of fixed nitrogen incorporation and nitrogen compounds transported via xylem or phloem are included. In addition, genus and species of organisms or fixing-systems located in the states of Venezuela countryside are mentioned, jointly with the collector and the reference herbarium.

Key Words: Biological Nitrogen Fixation, Free-living microorganisms, Associations, Nitrogenase.

INTRODUCCIÓN

El Nitrógeno (N) es un elemento necesario en la composición de proteínas, ácidos nucleicos y otros componentes celulares, siendo así una molécula esencial para el crecimiento de todos los organismos. En la atmósfera el N ocupa aproximadamente el 80%, existiendo en la forma N=N; sin embargo, el N₂, debido al triple enlace entre los dos átomos de nitrógeno, que hace a la molécula casi inerte, no puede ser aprovechado por la mayoría de las formas vivientes, sino sólo por un pequeño grupo de microorganismos altamente especializados, que incluyen algas, bacterias y actinomicetes. Para ser utilizado en el crecimiento, este debe ser primero reducido y luego “fijado” (combinado) en la forma de iones amonio (NH₄⁺) o nitrato (NO₃^-). El proceso a través del cual esos microorganismos reducen el nitrógeno hasta una forma utilizable es conocido como Fijación Biológica de Nitrógeno (FBN por sus siglas en español). El proceso puede ser llevado a cabo por los microorganismos en vida libre o en simbiosis con plantas, y el mismo no sólo permite usar el nitrógeno atmosférico sino también revertir o reducir la degradación del suelo (Allan y Graham, 2002; Parsons, 2004).

La FBN es mediadapor el complejo nitrogenasa, presente en los organismos fijadores, el cual cataliza la conversióndel N₂ a NH₄⁺ bajo la reacción general: N₂ + 10H⁺ + 8e^- + nMgATP → 2NH₄⁺ + H₂ + nMgADP + nPi (n ≥16). Esta requiere de grandes cantidades de poder reductor y energía (ATP), y la reducción obligada de protones con un mínimo de 1 mol of H₂ producidopor mol de N₂ reducido(Halbleib y Luden, 2000). La actividad del complejo enzimático puede ser mermada por el oxígeno, de tal manera que los organismos fijadores poseen mecanismos (e.j. alta tasa respiratoria, compartamentalizaciones o protección conformacional) que les permiten mantener bajas concentraciones de éste a fin de mantener la enzima funcionando (Ureta y Nordlund, 2002; Lee et al., 2004).

Organismos involucrados en la FBN

Entre los microorganismos involucrados en la FBN se encuentran: bacterias, algas verde-azules (cianobacterias) y actinomicetes, los cuales pueden fijar el nitrógeno viviendo libremente o formando asociaciones.

Microorganismos de Vida Libre Bacterias

Las bacterias fijadoras de nitrógeno son componentes importantes del suelo y requieren una fuente de energía química si no son fotosintéticas, las cuales a su vez utilizan la energía de la luz solar.

Entre las bacterias de vida libre pueden encontrarse: anaeróbicas obligadas o facultativas (e.j. Clostridium pasteurianum, Klebsiella spp., Desulfovibrio sp.), aeróbicas obligadas (e.j. Azotobacter spp., Beijerinckia sp.) y fotosintéticas (bacterias púrpuras sulfurosas y no sulfurosas, y bacterias verdes sulfurosas) (Allan y Graham, 2002).

Las bacterias aeróbicas dependen fuertemente de las condiciones de humedad, oxígeno y materia orgánica, y las anaeróbicas son predominantes en suelos anegados donde existen las condiciones de humedad y materia orgánica, pero el suministro de oxígeno está restringido. La FBN en los suelos tropicales con las condiciones requeridas de humedad, temperatura y materia orgánica es generalmente alta. Se reporta que el número de bacterias fijadoras de nitrógeno es particularmente elevado en la zona adyacente a la raíz (rizósfera), debido a la liberación de compuestos orgánicos que le sirven como nutrimento (Dugan 2004).

Las bacterias aeróbicas emplean dos mecanismos de protección de la nitrogenasa: la protección respiratoria, donde se produce una elevada tasa respiratoria a expensas de un alto consumo de carbono y energía, manteniendo así una concentración intracelular de oxígeno baja; y la protección conformacional, en la cual la nitrogenasa cambia su disposición a una forma reversible inactiva (Robson y Postgate, 1980; Segura y Espín, 1998).

Cianobacterias

Las Cianobacterias tienen una amplia distribución y ocupan un gran rango de habitas al igual que las bacterias,que incluyen suelo y agua, tanto de regionestropicales y templadas como de climas extremos (Herrero et al. 2001), Presentan una gran diversidad morfológica, desde unicelulares hasta multicelulares filamentosas y con o sin la presencia de heterocistos. Stanier y Cohen-Bazire (1977), las describen como fotoautotróficas,fijadoras de CO₂ a través del Ciclo de Calvin y carentes de 2-oxoglutarato deshidrogenasa. En las cianobacterias, el amonio es incorporado en esqueletos carbonados (2-oxoglutarato) a través del ciclo de la glutamina sintetasa-glutamato sintasa para la biosíntesis de glutamato y compuestos nitrogenados derivados (Herrero et al., 2001).

Los heterocistos (Figura 1) son células especializadas, distribuidas a lo largo o al final del filamento (cianobacterias multicelulares filamentosas), los cuales tienen conexiones intercelulares con las células vegetativas adyacentes, de tal manera que existe un continuo movimiento de los productos de la fijación de nitrógeno desde los heterocistos hacia las células vegetativas y de los productos fotosintéticos desde las células vegetativas hacia los heterocistos (Todar, 2004).

Debido a la sensibilidad de la enzima nitrogenasa al oxígeno, las cianobacterias tienen como mecanismos de protección, la separación en espacio o en tiempo de los mecanismos fotosintéticos y de fijación de nitrógeno. Algunas algas filamentosas como Nostoc y Anabaena, tienen la nitrogenasa confinada a los heterocistos, los cuales carecen del fotosistema II liberador de oxígeno y rodeados de una pared glicolipídica gruesa que reduce la difusión de éste hacia las células, cualquier oxígeno que difunde hacia los heterocistos es rápidamente reducido por hidrógeno; así, la fijación de nitrógeno está espacialmente y metabólicamente separada del proceso fotosintético; las algas unicelulares (e.j. Gloeocapsa)y las filamentosas sin heterocistos (e.j. Trichodesmium), presentan los dos procesos separados en tiempo; de tal manera que la nitrogenasa sólo ocurre en el período de oscuridad. Sin embargo, algunas cianobacterias como mantienen la fijación de nitrógeno durante el período de luz, a expensas de una elevada tasa respiratoria, mecanismo similar al presentado por las bacterias aeróbicas (Capone et al., 1997; Herrero et al., 2001; Omoregie et al., 2004; Todar, 2004).

Actinomicetes

Los actinomicetes son bacterias filamentosas Gram positivas, comunes en el suelo, especialmente en suelos de elevado pH y poca humedad. Se les considera como organismos intermedios entre los hongos y las bacterias, formadores de micelios (Lechevalier y Lechevalier, 1979; Huss, 1990).

Frankiaes un género del grupo de los actinomicetes, cuya especie F. alni, se ha reportado como fijadora de nitrógeno tanto en vida libre como en asociación con algunas angiospermas (no leguminosas). Las especies de Frankiason de crecimiento lento en cultivo y requieren de medios especializados para su crecimiento, presentan hifas ramificadas y septadas con vesículas y esporangios. Los esporangios multiloculares e irregulares en forma se localizan terminal, lateralo intercalarmente en las hifas, cuyas esporas no resistentes al calor sirven probablemente como agentes de propagación. La actividad de la nitrogenasa ha sido asociada con las vesículas, las cuales pueden formarse lateral o terminalmente en las hifas y bajo condiciones de deficiencia de nitrógeno. Cada vesícula está rodeada por una multicapa lipídica que probablemente funciona como una barrera para la difusión de oxígeno. Estudios estructurales en cultivo han mostrado que el grosor de la capa lipídica aumenta en respuesta a un incremento de la concentración de oxígeno, a fin de evitar la inactivación de la nitrogenasa (Silvester et al., 1990; Nalin et al., 2000; Todar, 2004).

Asociaciones

Asociaciones no simbióticas

Bacterias-Filósfera

Varias bacterias fijadoras de nitrógeno pueden colonizar la filósfera, término usado por algunos investigadores para referirse a la superficie adaxial y abaxial de la hoja, y por otros a la hoja completa, incluyendo el ambiente interno. Se ha observado que las bacterias más abundantes en las hojas son las pigmentadas (e. j. Methylobacteriummesophilicum, Pseudomonas syringae), a las cuales se les ha atribuido una mejor adaptación a los rayos solares (Sundin y Jacobs,1999; Hiranoy Upper,2000). Las especies de Beijerinckia y Azotobacter son comúnmente encontradas en cultivos; y se ha reportado su efecto benéfico en el crecimiento de las plantas (Ching-Hong, 2001; Lindow y Brandl, 2003). Sin embargo, no está clara la forma en que las plantas se benefician y posiblemente se ha atribuido el beneficio a la absorción radical de compuestos nitrogenados, los cuales una vez excretados por las bacterias en las hojas, llegan a la raíz por lavado.

Bacterias-Rizósfera

Hiltner en 1904 observó por primera vez la acumulación de microorganismos en la zona radical y propuso el término “rizósfera”. Los exudados radicales, conformados por substancias diversas crean alrededor de las raíces (rizósfera) un ambiente nutricional enriquecido que favorece el crecimiento bacteriano. Smith (1976) y Martin y Kemp (1980) reportan la presencia de carbohidratos y aminoácidos, y señalan que la composición y cantidad de exudados varía con la especie presente y las condiciones abióticas, tales como agua y temperatura.

La relación que se establece entre las bacterias y las plantas puede ser favorable, perjudicial o neutra. Dentro de las relaciones favorables se encuentra la asociación con bacterias fijadoras de nitrógeno; entre estas, especies de Azospirillum[1], Enterobacter, Klebsiella, Pseudomonas y Burkholderia (Estrada et al., 2001). Las bacterias fijadoras de nitrógeno pueden ser categorizadas dentro del grupo de las rizobacterias promotoras del crecimiento (PGPR, por sus siglas en inglés), al ejercen un efecto benéfico sobre el crecimiento de las plantas. La primera especie aislada fue Azospirillum lipoferum (para entonces nombrada como Spirillum lipoferum) en Holanda en 1925 (BeijerincK, 1925) y de la cual en la actualidad se reconocen 7 especies: A. brasilense, A. lipoferum, A. amazonense, A. halopraeferans, A. irakense, A. largimobiley A. doebereinerae (Tarrand et al.,1978; Magelhaes et al., 1983; Reinhold et al., 1987; Khammas et al., 1989; Sly y Stackebrandt, 1999; Eckert et al., 2001); desde entonces ha sido aislada de varias especies cultivadas y silvestres y de varios tipos de suelo.

Por muchos años se consideró que el efecto benéfico de las bacterias fijadoras de nitrógeno sólo provenía de la utilización por las plantas del amonio excretado; así existen numerosas publicaciones que prueban tal efecto (Mirza et al., 2001;Becker et al., 2002); sin embargo, se ha encontrado que esta bacterias también producen fitohormonas (auxinas, giberelinas y citocininas) que afectan favorablemente el desarrollo de las plantas, particularmente de la raíz (Persello-Cartieaux et al., 2003). Más recientemente se ha reportado que las bacterias fijadoras de nitrógeno incrementan la capacidad radical de absorción de nitrato, indirectamente como una consecuencia de la estimulación del desarrollo radical y directamente por estimulación del sistema transportador del compuesto (Mantelin y Touraine, 2004).

Asociaciones simbióticas

Rhizobia-Leguminosas

Rhizobium Frank 1889, el género tipo de la Familia Rhizobiaceae Conn 1998, está representado por bacterias de forma bacilar, Gram negativas, habitantes del suelo, que tienen la capacidad de formar nódulos en varias leguminosas y en Parasponia spp. (e. j. P. andersonii, P. rigida). Esta relación simbiótica es controlada genéticamente tanto por la planta como por la bacteria y ocurre a través de una secuencia de estados de desarrollo que culminan en el establecimiento de una simbiosis efectiva: el nódulo fijador de nitrógeno. El primer nombre dado a las bacterias de los nódulos de las raíces de las leguminosas fue Phytomyxa, el cual lo propuso Schroeter en 1886, considerando la relación de estas bacterias con los hongos mucosos. Sin embargo, en 1970, la Comisión Judicial del Comité Internacional de Nomenclatura Bacteriana (Opinión 34) aprobó como nombre genérico Rhizobium FranK 1889 (nombre conservado) en vez de Phytomyxa Schroeter 1886 (nombre prioritario). Esto se hizo en base a que el nombre RhIzobium, tiene la ventaja de enfatizar la importancia agronómica de las bacterias de los nódulos de las raíces (rhiza: raíz, bius: vida, Rhizobium: vida en las raíces) y a su vez guarda tributo a la extensa literatura publicada con ese nombre (Mayz, 1997). Actualmente, además de Rhizobium, existen otros géneros de bacterias fijadoras de nitrógeno: Ensifer (Casida, 1982), Bradyrhizobium (Jordan 1982), Azorhizobium (Dreyfus et al., 1988) y Mesorhizobium (Jarvis et al., 1997). Weir (2004) hace una revisión exhaustiva de la taxonomía actual de los rizobia.

El enigma de las leguminosas fue aclarado cuando Hellriegel y Wilfarth en 1888 probaron la fijación de nitrógeno en plantas noduladas, esto fue seguido por el aislamiento de la primera bacteria de los nódulos por Beijerinck ese mismo año. En 1932, Fred y colaboradores publicaron una monografía que ha recorrido el mundo, donde revisaron y analizaron la información existente sobre la simbiosis; sus consideraciones tuvieron una profunda influencia en la práctica y teoría subsiguientes. Para las décadas posteriores y hasta la actualidad los avances tecnológicos han permitido estudios más detallados y por lo tanto un mejor conocimiento y entendimiento de la simbiosis leguminosas-rizobia.

Para que se establezca la relación simbiótica deben ocurrir las siguientes etapas: 1. multiplicación de las bacterias en la rizósfera, 2. colonización de la rizósfera, 3. adsorción de las bacterias a la raíz, 4. ensortijamiento de los pelos radicales, ocurre en las raíces cuando la infección es vía pelos radicales y en algunas donde acontece vía unión raíces laterales-raíz principal, 5. formación de los hilos o zonas intercelulares de infección, 6. crecimiento del hilo de infección hacia las células corticales o invasión directa de las mismas, y 7. diferenciación tisular y desarrollo del nódulo (Figura 2). Los cambios morfológicos y fisiológicos que ocurren a nivel de los puntos de desarrollo nodular van acompañados de señales moleculares inducidas por genes propios del proceso (genes Nod) (Mayz, 1997; Perret et al., 2000; González y Marketon, 2003; Gage, 2004).

El tipo y estructura nodular es dependiente de la planta hospedera, así se tienen:

a. nódulos determinados, en los cuales la actividad meristemática cesa temprano en su formación y su aspecto final resulta del alargamiento de las células, este tipo de desarrollo origina nódulos esféricos o globosos (Figura 3A), que pueden organizarse alrededor de la raíz para formar los denominados nódulos en collar (Figura 3B) (Hirsch, 1992; Mayz, 1997).

b.nódulos indeterminados, los cuales presentan un meristema persistente, que puede producir nódulos ramificados o coraloides, puesto que constantemente se añaden nuevas células a la parte distal del nódulo; de tal manera que todos los estados de desarrollo están así representados, debido a que ocurre un gradiente de formación desde la parte distal, a la proximal en el punto de unión a la raíz. Este tipo de desarrollo da lugar a nódulos elongados o cilíndricos (Figura 3C) y ramificados o coraloides (Figura 3D) (Hirsch, 1992; Mayz, 1997). La utilización del nitrógeno atmosférico en la simbiosis, requiere de la integración de las vías metabólicas de la fijación (bacteroides) y de la asimilación (planta hospedera) del nitrógeno. La bacteria emplea compuestos carbonados oxidables suplidos por la planta para su metabolismo y desarrollo y para la síntesis de ATP y del poder reductor usados en la reacción de fijación catalizada por la nitrogenasa, la cual genera el nitrógeno asimilable (NH4⁺), que es metabolizado en las células nodulares a amidas o ureidos, que luego son exportados vía xilema al resto de la planta, donde son usados (Mayz, 1997).

El primer producto de la reacción de fijación es NH₃ (amoníaco), pero este es rápidamente protonado, formándose NH4⁺, lo cual es favorecido por el pK (9,25) de la reacción, de tal manera que amonio es la especie predominante a los pHs fisiológicos y la que toma parte en las reacciones de asimilación (Sprent y Sprent, 1990).

El amonio es un inhibidor de la síntesis de nitrogenasa, por lo que es imperativa su rápida asimilación; en el citosol de las células infectadas, éste es asimilado en ácido glutámico, en cuya reacción interviene la enzima octamérica ATP dependiente glutamina sintetasa o GS, y donde se forma glutamina, la cual puede ser exportada o usada para restaurar el ácido glutámico, a través de una reacción con el ácido 2-oxoglutárico (proveniente del ciclo de los ácidos tricarboxílicos) catalizada por la enzima monomérica NADH dependiente glutamato sintasa, también denominada glutamina-2-oxoglutarato aminotransferasa o GOGAT (Sprent y Sprent, 1990; Ortega et al., 2004).

Las leguminosas simbióticas pueden ser separadas en dos grupos de acuerdo a los productos exportados desde los nódulos: las exportadoras de amidas (asparagina, glutamina) (Figura 4) y las exportadoras de ureidos (alantoína y ácido alantoico) (Figura 5). El primer grupo incluye varias especies de regiones templadas, entre estas Lupinus subcarnosus, Pisum sativum y Medicago sativa y el segundo varias especies tropicales, tales como Glycine max, Phaseolus vulgaris y Vigna unguiculata (Scott et al., 1976; Mifliny Habash, 2002; Harrison et al., 2003).

Cianobacterias-Hongos (Líquenes), Briofitas, Helechos, Angiospermas, Gimnospermas

Las cianobacterias se asocian simbióticamente con representantes de las cuatro principales divisiones filogenéticas de las plantas terrestres: briofitas (musgos, hepáticas y antocerotas), helechos, gimnospermas y angiospermas; además, se asocian con hongos para formar los líquenes y con organismos marinos (Meeks y Elhai, 2002). Esta revisión se centra en las asociaciones de cianobacterias con plantas terrestres.

Líquenes

Los líquenes son asociaciones simbióticas entre un hongo (micobionte) y una cianobacteria (fotobionte o cianobionte). La cianobacteria más frecuente en los líquenes es Nostoc(Meeks y Elhai, 2002; Oksanen et al., 2004). Los líquenes viven en varias superficies: suelos, árboles, rocas y paredes, a menudo son los primeros en establecerse en el ambiente, constituyendo la única vegetación en ambientes extremos. Su aspecto es variable: de hojas (folioso, Figura 6), de costra (crustoso, Figura 7) o de arbusto (fruticoso, Figura 8) (Purvis, 2000).

La anatomía de los líquenes varía desde muy simple hasta compleja (Per, 2001; Brodo et al., 2001):

a. El talo homómero presenta una estructura uniforme donde están distribuidas las células del alga, penetradas por las hifas del hongo (Figura 9).

b. El talo heterómero con una sola especie de alga (liquen bipartito), exhibe capas delimitadas e identificables: la corteza superior, la capa fotobióntica que contiene las células del alga, la médula, donde se alojan las hifas del hongo y la corteza inferior (Figura 10).

c. En el talo heterómero donde se presentan dos especies de algas (liquen tripartito), la cianobacteria está confinada a estructuras especiales o cefalopodios que pueden sobresalir en la superficie superior o inferior del liquen, o permanecer internamente, y el alga verde está localizada en la corteza superior (Figura 11).

En la asociación, la cianobacteria debe ser capaz de llenar los requerimientos bioquímicos y de desarrollo del hongo. La función del fotobionte en el talo es de proporcionar compuestos nitrogenados y carbohidratos (polioles y glucosa), donde alrededor del 80% o más de los productos fotosintéticos son liberados e inmediatamente absorbidos por el micobionte, mientras que el hongo le suministra protección, agua y minerales (Hill, 2001; Schofield et al., 2003).

Cianobacterias-Briofitas (musgos, hepáticas y antocerotas)

Los musgos (e.j., Sphagnum spp.)[5], hepáticas (e.j: Marchantia spp.)[6] y antocerotas (e.j Anthoceros spp., Notothylas spp. y Phaeoceros spp.) forman asociaciones simbióticas con especies de cianobacterias, siendo las especies de Nostoc las más frecuentemente encontradas(e.j. N. ellipsosporum y N. punctiforme) (Adams, 2000; Wong y Meeks, 2002).

Las colonias de la cianobacteria se alojan en cavidades especiales (domatias) localizadas en la parte ventral del gametofito (Figura 12), donde ocurre el intercambio de compuestos nitrogenados y carbohidratos (Vance et al., 1998; Costa et al., 2001). Los heterocistos proporcionan los productos nitrogenados a las células vegetativas de la planta, y en turno reciben los productos fotosintéticos. Se asume que existen mecanismos reguladores (probablemente genes) que controlan la diferenciación y el patrón de distribución de los heterocistos en las cianobacterias simbióticas, a fin de optimizar la fijación de nitrógeno y por ende la simbiosis (Yoon y Golden, 2001).

Cianobacterias-helechos (Azolla)

Azolla (Figura 13) es un helecho acuático que forma una simbiosis permanente y hereditaria con la cianobacteria Anabaena azollae, cuya relación mutualística es la única conocida en la naturaleza entre una pteridofita y una procariotica diazotrófica Esta asociación fue descrita por primera vez por el científico alemán Eduard Strasburger en 1873. En Venezuela se han identificado algunas especies: e.j. A. filiculoides[7] y A. carolliniana[8].

Azolla es usado como fertilizante verde y como alimento para animales en China y Vietnam, y algunas regiones de África desde hace mucho tiempo y más recientemente como un biofiltro de aguas servidas (Carrapiço, 2002; van Hove y Lejeune, 2002).

El endosimbionte se aloja en la cavidad del lóbulo dorsal clorofílico de la hoja bilobada (Fig. 14), donde además se localizan tricomas que intervienen en el transporte de substancias. En esta asociación ocurre un intercambio de compuestos desde la cianobacteria hacia el hospedero (compuestos nitrogenados) y en vía contraria (productos fotosintéticos).

Cianobacterias-Angiospermas

Todas las especies de Gunnera (Figura 15) forman asociaciones simbióticas con Nostoc (particularmente con N. punctiforme) (Figura 16), siendo la única angiosperma conocida por formar este tipo de asociación. Las cianobacterias se localizan intracelularmente (Figura 17) en las glándulas ubicadas en la base del pecíolo (Figura 18) donde ocurre el intercambio de compuestos: nitrogenados desde el alga y fotosintéticos desde la planta (Benson y Margulis, 2002). Las glándulas se abren al exterior a través de varios canales y las células que las conforman se separan ligeramente en la base de los canales, formando una cavidad (Bergman et al., 1992). Las especies de Gunnera (alrededor de 40) se distribuyen principalmente en el Hemisferio Sur, y se consideran originarias de Suramérica (Wanntorp y Wanntorp, 2003). G. pittierana es autóctona en el Parque Nacional Henry Pittier (Venezuela).

Cianobaterias- Gymnospermas (Cícadas)

El grupo de las cícadas (e.j. Cycas, Zamia, Bowenia) forma asociaciones simbióticas con cianobacterias (siendo las más comunes Nostoc spp, Spirulina sp. Oscillatoria sp., Anabaena spp., Rivularia sp. y Calothrix sp.) proporcionando un ambiente estable al alga a cambio del nitrógeno fijado; en esta alianza las cianobacterias son endosimbiontes de algunas raíces (raíces coraloides o parecidas a corales), las cuales se caracterizan por tener un crecimiento apogeotrópico o hacia la superficie del suelo (Figura 19) (Medeiros y Stevenson, 2004; Thoumire, 2004). Cycas revoluta es común en parques y jardines del país (Figura 20).

El proceso de colonización de las raíces precoraloides envuelve mecanismos de acción y reacción de ambos organismos. El alga penetra a través de la epidermis hacia la zona cianobacterial (Figura 21), produciéndose cambios permanentes que conducen a la transformación de las raíces precoraloides en raíces coraloides simbióticas (Figura 19) (Lindblad y Costa,2002).

Después de la reducción del nitrógeno hasta amonio, éste es incorporado en glutamina por glutamina sintetasa, luego el grupo amida es transferido a la posición alfa del α-cetoglutarato, produciéndose glutamato, reacción catalizada por la glutamato sintasa; sin embargo, el análisis de la savia xilemática ha revelado que los compuestos nitrogenados transportados varían en algunas especies; así en Macrozamia, Lepidozamia y Encephalartos se ha encontrado glutamina y citrulina, mientras que en Bowenia y Cycas, glutamina y ácido glutámico (Lindblad y Costa,2002).

Fisiología del Intercambio de compuestos en las asociaciones con cianobacterias

Durante la simbiosis de las cianobacterias con otros organismos, ocurren cambios estructurales y fisiológicos que conducen al intercambio apropiado de compuestos entre el cianobionte y el hospedero (Figura 22).

En el caso de localizaciones extracelulares del alga como en los líquenes, el contacto íntimo de las hifas con los heterocistos permite el tráfico de substancias, desconociéndose el mecanismo exacto de intercambio. Se ha encontrado que en los cianolíquenes bipartitos (hongo-alga) ocurre el movimiento de productos fotosintéticos desde el cianobionte al micobionte, siendo principalmente glucosa, la cual es convertida a manitol (no producido, ni consumido por el alga) en el hongo, posiblemente una estrategia para el secuestro de carbohidratos. Como causa de esta liberación de glucosa se ha considerado la reducción de la síntesis de polisacáridos para la formación de las paredes celulares. El alga permanece independiente en cuanto a sus requerimientos y producción de carbohidratos. En los líquenes con cefalopodios o tripartitos no se ha encontrado o existe poco movimiento de carbohidratos desde el cianobionte al micobionte, considerándose que la fuente de carbohidratos es el ficobionte (alga verde) asociado ya que la cianobacteria no fotosintetiza. La glucosa liberada origina un pool de glucano, el cual sirve como reservorio, siendo la fuente a utilizar por el cianobionte. En el caso de localizaciones intracelulares como en briofitas (musgos, hepáticas y antocerotas), helechos (Azolla), angiospermas (Gunnera) y gimnospermas (cícadas), se señala la posibilidad de que el cianobionte pierda su capacidad fotosintética y que el C provenga de las partes fotosintéticas del hospedero hacia el tejido simbiótico como sacarosa o procedente de la degradación de los polisacáridos que están normalmente presentes en el mucílago de las cavidades o nódulos donde habita la cianobacteria. La fijación y transferencia de nitrógeno desde el cianobionte al hospedero ocurre en todas las simbiosis, siendo los heterocistos, los sitios de fijación y de las primeras reacciones de asimilación. El N puede existir en las células en las formas NH₄⁺ o NH₃ que puede difundir a través de las membranas o ser reciclado por las células a través de un sistema transportador de amonio, devolviéndolo desde el espacio periplásmico conjuntamente con un protón. En los líquenes el amonio liberado, es asimilado vía glutamato deshidrogenasa, pero en las otras asociaciones se presenta la vía glutamato sintasa-glutamato sintetasa. El transporte de nitrógeno desde los tejidos simbióticos hacia las otras partes del hospedero se hace en forma de aminoácidos. En los líquenes tripartitos, se ha demostrado el transporte de alanina desde el cefalopodio hacia el resto del talo; en Azolla, se transportan desde las cavidades en las hojas hacia el ápice del tallo los compuestos glutamato, glutamina, amonio y un derivado de glutamato; en Gunnera, asparagina es el compuesto principal exportado a través del floema desde las glándulas al resto de la planta y en las cícadas una mezcla de aminoácidos es liberada en el xilema desde las raíces coraloides, principalmente citrulina en Zamiaceae y glutamina en las otras familias (Rai et al., 2000).

Frankia-Angiospermas

La ocurrencia de Frankia en el interior de los nódulos de algunas plantas fue reportada por Woronin en 1866, quien describió las hifas y vesículas como pertenecientes a un hongo parásito, más tarde correctamente identificadas como pertenecientes al actinomicete Frankia. (Becking, 1974, Lechevalier y Lechevalier 1979), pero no fue sino hasta 1978 cuando pudo ser aislado. Este actinomicete forma nódulos (actinorizas) o raíces laterales modificadas con lóbulos hasta de 5 cm de longitud (Figura 23) y fija nitrógeno en ocho familias de dicotiledóneas: Betulaceae[9], Casuarinaceae, Coriariaceae, Datiscaceae, Elaeagnaceae, Myricaceae[10], Rhamnaceae[11] y Rosaceae[12] Como consecuencia, estas plantas son capaces de crecer en suelos pobres e intervenidos (Verghese y Misra, 2002), siendo así útiles en la recuperación de suelos y reforestación.

En el proceso simbiótico y de formación de los nódulos se presentan variaciones determinadas por el hospedero, que incluyen la vía de infección (en algunas especies la infección es vía pelos radicales, e.j. Casuarina, Morella (Myrica), y en otras procede intercelularmente, e.j. Discaria, Dryas, Ceanothus, la morfología y anatomía de los nódulos y en la diferenciación de Frankia en el desarrollo nodular (Benson y Silvester, 1993; Huss, 1990, 1999). La formación del primordio nodular (Figura 24) se inicia en el periciclo, donde se originan raíces laterales modificadas de forma lobular con células infectadas en la corteza. Frankia penetra los pelos radicales curvados o intercelularmente hacia la corteza, donde ocurren divisiones celulares limitadas que dan lugar a la formación del prenódulo; al mismo tiempo, en las células del periciclo opuestas al protoxilema se suceden divisiones mitóticas que conducen a la formación de las raíces laterales modificadas o nódulos; al prenódulo se le considera como un órgano simbiótico paralelo, desde donde progresan las hifas hacia el primordio del nódulo (Laplaze et al., 2000; Obertello, 2003). Los lóbulos presentan un meristema apical y Frankia existe como un micelio vegetativo con presencia de vesículas donde es protegida y funciona la nitrogenasa; tal resguardo es dado por la elevada concentración de ácidos grasos; sin embargo, en Casuarina y Allocasuarina, no se forman vesículas, dado el cambio de composición de las paredes celulares, las cuales se hacen más hidrofóbicas y menos permeables al oxígeno después de la infección (Verghese y Misra, 2002).

Durante la simbiosis, el microsimbionte obtiene la energía de la planta hospedera a través de compuestos carbonados; se considera que Frankia por carecer de enzimas glicolíticas, obtiene el carbono de lípidos (Verghese y Misra, 2002); sin embargo, algunos investigadores han reportado el transporte de sacarosa vía floema hacia los nódulos (Parsons y Sunley, 2001). Como en los otros sistemas simbióticos el compuesto de nitrógeno metabolizado es NH₄⁺ a través de la vía GS/GOGAT, ATP/NADPH dependientes, que produce glutamina y luego glutamato en los nódulos; los aminoácidos aspartato y asparagina son subsecuentemente metabolizados por enzimas amido y amino transferasas (AAT) y sintetasas (AS) (Figura 25). El compuesto nitrogenado transportado vía xilema desde los nódulos varía entre los hospederos; así, se ha encontrado citrulina en Alnussp.(Wheeler y Bond, 1970) y Casuarina equisetifolia (Walshet al., 1984), arginina en Casuarina cunninghamiana (Sellstedt y Atkins, 1991), y glutamina y asparagina en Myrica (Fig. 25),Hippophae, Ceanothus y Elaeagnus (Huss,1990; Parsons, 2004).

CONCLUSIONES

Los microorganismos fijadores de nitrógeno de vida libre, abarcan una gama morfológica que va desde los organismos unicelulares como las bacterias y algunas cianobacterias, hasta multicelulares como las cianobacterias filamentosas y los actinomicetes, que habitan diferentes ambientes, incluyendo los extremos, todos procarióticos; comprendiendo así microorganismos pertenecientes a los Dominios Archaea y Bacteria, los cuales pueden formar asociaciones con organismos pertenecientes al Dominio Eucaria. Estas asociaciones pueden ser de tipo no simbiótico, ocurriendo principalmente en la filósfera o la rizósfera de algunas plantas, o de tipo simbiótico, dándose en briofitas (musgos, hepáticas y antocerotas), helechos (Azolla), gimnospermas (cícadas) y angiospermas (Gunnera, leguminosas y Parasponia) y en zonas de la planta que incluyen la raíz, el tallo y las hojas.

Una característica común de los microorganismos involucrados en la FBN, es la presencia del sistema enzimático nitrogenasa, que les permite la reducción del nitrógeno molecular (NºN) atmosférico hasta la forma asimilable NH₄⁺. Esta enzima puede funcionar a cabalidad en los microorganismos viviendo en forma libre o asociados, excepto en las asociaciones de rizobia con leguminosas o Parasponia, donde la síntesis de la enzima es compartida; es decir su acción depende de los dos organismos involucrados. La actividad es susceptible a las concentraciones de oxígeno de la atmósfera circundante, de tal manera que los organismos, bien aislados o asociados han adoptado mecanismos que le permiten la protección de la actividad de la misma, mecanismos que incluyen: protección respiratoria, conformacional y la compartamentalización.

Bien sea de vida libre o asociados los organismos se benefician de la FBN, al poder utilizar el nitrógeno del aire como fuente del elemento, e incorporarlo en compuestos esenciales para su crecimiento y desarrollo. En general la vía de metabolización es la glutamato sintasa/glutamato sintetasa (GS/GOGAT), excepto en los líquenes, donde el amonio es asimilado vía glutamato deshidrogenada. Los compuesto transportados vía xilema o floema son aminoácidos, principalmente glutamina o sus derivados aminas, amidas o ureidos formados por reacciones de aminación y desaminación.

En Venezuela, están representados todos los organismos y asociaciones fijadoras de nitrógeno, siendo un potencial casi inexplorado; está en nuestras manos jugar un papel en este contexto.

LITERATURA CITADA

Adams, D. G. 2000. Symbiotic Interactions. In The Ecology of Cyanobacteria. Whitton, B. A. and Potts, M. (ed.), Dordrecht, Netherlands: The Kluwer Academic Publ. pp. 523-561
Allan, D. and Graham. P. 2002. Soil 5611: Soil Biology and Fertility: Symbiotic Nitrogen Fixation, other N2-fixing symbiosis. Dep. of Soil, Water, and Climate. University of Minnesota. Disponible en: http://www.soils.agri.umn.edu/academics/classes/soil3612/SymbioticNitrogenFixation/Other.htm. (Última visita 15 de noviembre de 2004)
Andrade de, Z. and Cuenca, G. 1998. First report of Giomalean fungi in the highlands tepuis of La Gran Sabana, Guayana Shield, Venezuela. 2^nd Internacional Conference on Mycorrhiza. Uppsala, Sweden, 5-10 July.
Armstrong, W. J. 2004. Parmotremma stuppeum. Disponible en:http://waynesword.palomar.edu/pljan98f.htm#parmotremma. (Última visita 22 de noviembre de 2004)
Armstrong, W. J. 2001. Teloschistes chrysophthalmus. Disponible en: http://waynesword.palomar.edu/pljan98f.htm#lobaria. (Última visita 18 de noviembre de 2004)
Becker, D., Stanke, R., Fendrik, I., Frommer, W.B., Vanderleyden, J., Kaiser, W.M., Hedrich, R. 2002. Expression of the NH⁺₄-transporter gene LEAMT1;2 is induced in tomato roots upon association with N₂-fixing bacteria. Planta215:424–429.
Becking, J.H. 1974. Family III. Frankiaceae Becking 1970. In Bergey's Manual of Determinative Bacteriology (Buchanan, R.E. and Gibbon, N.E. (eds.)., 8th ed. The Williams and Wilkins Co.: Baltimore. pp. 701-706.
Beijerinck, M.W. 1888. Die bakterien der papilionaceen knolichen. Bot. Zeit. 46:725-735.
Beijerinck, M.W. 1925. Über ein Spirillum, welches freien Stickstoff binden kannh. Zentralbl Bakteriol Parasitenkd Infektionskr Abt 63: 353.
Benson, D.R. and Silvester, W.B. 1993. Biology of Frankia strains, actinomycete symbionts of actinorhizal plants. Microbiol. Rev. 57(2):297-319.
Benson, J. and Margulis. L. 2002. The Gunnera manicata–Nostoc symbiosis: is the red stipulate tissue symbiogenetic?. Biol. Environ. Proc. of the Royal Irish Acad. 102 (1):45–48.
Bergman, B., Johansson, C. and Soderback, E. 1992. The Nostoc–Gunnera symbiosis. New Phytol.122:379–400.
Brodo, I.M., Sharnoff, S.D., Sharnoff, S. 2001. The Lichens of North America. New Haven, MA, USA: Yale University Press.
Capone, D. G., Zehr, J. P., Paer, H. W. l, Bergman, B. and Carpenter, E. J. 1997. Trichodesmium, a globally significant marine cyanobacterium. Science 276:1221-1229.
Carrapiço, F. 2002. The Azolla-Anabaena-bacteria system as a natural microcosm. Proceedings of SPIE 4495: 261-265.
Casida, L. E. Jr. 1982. Ensifer adhaerens gen. nov., sp. nov. a bacterial predator of bacteria in soil. Int. J. Syst. Bacteriol. 32, 339-345.
Ching-Hong, Y., Crowley, D.E., Borneman, J. and Keen, N. T. 2001. Microbial phyllosphere populations are more complex than previously realized. Proc. Nat. Acad. Sci. 98(7):3889-3894.
Costa, J. L. Paulsrud, P., Rikkinen, J. and Lindblad, P. 2001.Genetic diversity of Nostoc symbionts endophytically associated with two bryophyte species. Appl. Environ. Microbiol. 67(9):4393-4396.
Dreyfus, B., Garcia, J. L., and Gillis, M. 1988. Characterization of Azorhizobium caulinodans gen. nov., sp. nov., a stem-nodulating nitrogen-fixing bacterium isolated from Sesbania rostrata. Int. J. Syst. Bacteriol. 38:89-98.
Dugan, M. 2004. Field Training Manual for Laboratory Analysts. Disponible en: www.home.alltel.net/mikeric/chap10up/Chapter 10 Nitrogen.htm. (Última visita 15 de noviembre de 2004)
Eckert, B., Weber, O.B., Kirchhof, G., Halbritter, A., Stoffels, M. and Hartmann, A. 2001. Azospirillum doebereinerae sp. nov., a nitrogen-fixing bacterium associated with the C4-grass Miscanthus. .Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 51: 17-26.
Espinoza, Y. y Gutiérrez, R. 2003. Variabilidad intraespecifica de Azolla filiculoides, colectadas en la zona centro-occidental de Venezuela. Rev. Fac. Agron. (LUZ). 2003, 20: 156-167.
Estrada, P., Bustillos, R. and Caballero, J. 2001. Burkholderia, a genus rich in plant-associated nitrogen fixers with wide environmental and geographic distribution. Appl. Environ. Microbiol. 67(6):2790-2798.
Fred, E. B., Baldwin, I. L. and McCoy, E. 1932. Root Nodule Bacteria and Leguminous Plants. Madison, U.S.A.: The University of Wisconsin Press.
Gage DJ. 2004. Infection and invasion of roots by symbiotic, nitrogen-fixing rhizobia during nodulation of temperate legumes.Microbiol. Mol. Biol. Rev. 68(2):280-300.
González, J. E. and Marketon, M. M. 2003. Quorum sensing in nitrogen-fixing rhizobia. Microbiol.Mol.Biol.Rev. 67(4):574-592.
Halbleib, C. M. and Ludden, P. W. 2000. Regulation of Biological Nitrogen Fixation. J. Nutr. 130:1081-1084.
Harrison , J., Pou de Crescenzo, M. A., Sené, O. and Hirel, B. 2003. Does lowering glutamine synthetase activity in nodules modify nitrogen metabolism and growth of Lotus japonicus?. Plant Physiol.133:253-262.
Hellriegel, H. and Wilfarth, H. 1888. Untersuchungen ubre die aticckstoff-nahrung der Gramineen und Leguminosen. Zeitschrift fur der verschiedige Rubenzücker des Deutsches Reichs. Beilagehet.
Herrero, A., Muro-Pastor, A. M., and Flores, E. 2001. Nitrogen Control in Cyanobacteria.J. Bacteriol. 183(2):411-425.
Hill, D. 2001. Lichens and co-ordination of the symbionts. MicrobioL. Today 28:124-137.
Hiltner,L. 1904. Über neuere Erfahrungen und Probleme auf dem Gebiet der Bodenbackteriologie und unter besonderer Berücksichtigung der Gründüngung und Brache. Arbeiten Deutscher Landwirtschafts Gesellschaft98:59–78.
Hirano^,S. S. and Upper, C. D. 2000. Bacteria in the leaf ecosystem with emphasis on Pseudomonas syringae-a pathogen, ice Nucleus, and epiphyte. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64(3):624-653.
Hirsch, A. M. 1992. Developmental biology of legume nodulation. New Phytol. 122:211-237.
Huss, K. 1990. The physiology of actinorhizal root nodules. In The Biology of Frankia and Actinorhizal Plants. Schwintzer, C. R. and Tjepkema, J. D. (eds.) London: Academic Press. pp. 129–156.
Huss, K. 1999. Nitrogen fixation in Frankia symbioses. XVI International Botanical Congress 1999. 1-7 August, Saint Louis, Missouri,U.S.A.
Jarvis, B. D. W., Van Berkum, P., Chen, W. X., Nour, S. M., Fernandez, M. P., Cleyet-Marel J. C. and Gillis, M. 1997. Transfer of Rhizobium loti, Rhizobium huakuii, Rhizobium ciceri, Rhizobium mediterraneum, and Rhizobium tianshanense to Mesorhizobium gen. nov. Int. J. Syst. Bacteriol. 47:895-898.
Jordan, D.C. 1982. Transfer of Rhizobium japonicum Buchanan 1980 to Bradyrhizobium gen. nov., a genus of slow-growing, root nodule bacteria from leguminous plants. Int. J. Syst. Bacteriol. 32:136-139.
Khammas, K.M., Ageron, E., Grimont, P.A.D. and Kaiser, P. 1989. Azospirillum irakense sp. nov., a nitrogen fixing bacterium associated with rice roots and rhizosphere soil. Res. Microbiol. 140: 679-693.
Laplaze, L., Duhoux, E., Franche, C., Frutz, T., Svistoonoff, S., Bisseling, T., Bogusz, D., Pawlowski, K. 2000. Casuarina glauca prenodule cells display the same differentiation as the corresponding nodule cells. Mol. Plant Microbe Interact. 13: 107-112.
Lechevalier, M.P. and Lechevalier, H.A. 1979. The taxonomic position of the actinomycete endophytes. In Symbiotic Nitrogen Fixation in the Management of Temperate Forests. Gordon, J.C., Wheleer, C.T. and Perry, D.A. (eds.). Oregon State University Forest Research Laboratory, Corvallis. pp 111-121.
Lee, S., Flores-Encarnación, M., Contreras-Zentella, M., Garcia-Flores, L., Escamilla, J.E. and Kennedy, C. 2004. Indole-3-acetic acid biosynthesis is deficient in Gluconacetobacter diazotrophicus strains with mutations in cytochrome c biogenesis genes. J. Bacteriol. 186(16):5384-5391.
Lindblad, P. and Costa, J.L. 2002. The cyanobacterial–cycad symbiosis. Biol. Environ. Proc. Royal Irish Academy 102B (1):31–33.
Lindow, S.E. and Brandl, M.T. 2003. Microbiology of the Phyllosphere. Appl. Environ. Microbiol. 69(4):1875-1883.
Magelhaes, F.M.M., Baldani, J.I., Souto, S.M., Kuykendall, J.R. and Döbereiner, J. 1983. A new acid tolerant Azospirillum species. An. Acad. Bras. Cienc. 55: 417-429.
Mantelin, S. and Touraine,B. 2004. Plant growth-promoting bacteria and nitrate availability: impacts on root development and nitrate uptake. J. Exp. Bot. 55(394):27-34.
Martin, J.K. and Kemp, J.R. 1980. Carbon loss from roots of wheat cultivars. Soil Biol. Biochem. 12:551-554.
Mayz, J. 1997. Simbiosis Leguminosas/Rizobia. Ediciones del Instituto de Investigaciones Agropecuarias IIAPUDO . Universidad de Oriente. Núcleo de Monagas. Maturín. Venezuela. 113 p.
Medeiros, J and Stevenson D 2004. Coralloid roots and nitrogen fixation. Disponible en: http://plantnet.rbgsyd.gov.au/PlantNet/cycad/nitrogen/nfixd.html. (Última visita 15 de noviembre de 2004)
Meeks, J. C. and Elhai, J. 2002. Regulation of Cellular Differentiation in Filamentous Cyanobacteria in Free-Living and Plant-Associated Symbiotic Growth States. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 66(1):94-121.
Miflin, B. J. and Habash, D. Z. 2002. The role of glutamine synthetase and glutamate dehydrogenase in nitrogen assimilation and possibilities for improvement in the nitrogen utilization of crops. J. Exp. Bot. 53(370);979-987.
Mirza,M.S., Ahmad, W., Latif, F., Haurat, J., Bally, R., Normand, P., Malik, K.A. 2001. Isolation, partial characterization, and the effect of plant growth-promoting bacteria (PGPB) on micro-propagated sugarcane in vitro. Plant Soil237:47–54.
Nalin, R., Putra, S. R., Domenach, A. M., Rohmer, M., Gourbiere, F. and Berry, A. M. 2000. High hopanoid/total lipids ratio in Frankia mycelia is not related to the nitrogen status. Microbiol. 146:3013-3019.
Obertello, M., Oureye, M., Laplaze, L., Santi, C., Svistoonoff, S., Auguy, F., Bogusz, D. and Franche C. 2003.Actinorhizal nitrogen fixing nodules: infection process,molecular biology and genomics. Afr. J. Biotech. 2 (12):528-538.
Oksanen, I., Jokela, J., Fewer, D.P., Wahlsten, M., Rikkinen, J. and Sivonen, K. 2004. Discovery of rare and highly toxic microcystins from lichen-associated cyanobacterium Nostoc sp. Strain IO-102-I. Appl. Environ. Microbiol.. 70(10):5756-5763.
Omoregie, O. E., Crumbliss, L. L., Bebout, B. M. and Zehr, J. P. 2004. Determination of Nitrogen-Fixing Phylotypes in Lyngbya sp. and Microcoleus chthonoplastes Cyanobacterial Mats from Guerrero Negro, Baja California, Mexico. Appl. Environ. Microbiol. 70(4): 2119-2128
Ortega, J.L., Temple, S.J., Bagga, S., Ghoshroy, S., Sengupta-Gopalan, C. 2004. Biochemical and molecular characterization of transgenic Lotus japonicus plants constitutively over-expressing a cytosolic glutamine synthetase gene. Planta 219(5):807-18.
Parsons, R. 2004. Plant - Microbe Metabolism. Disponible en: www.personal.dundee.ac.uk/~rparsons/andfrank.htm. (Última visita 15 de noviembre de 2004)
Parsons, R. and Sunley, R.J. 2001. Nitrogen nutrition and the role of root–shoot nitrogen signalling particularly in symbiotic systems. J. Exp. Bot. 52:435-443.
Per, P. 2001. The Nostoc Symbiont of Lichens. Diversity, Specificity and Cellular Modifications. Acta Universitatis Upsaliensis 662:1-56.
Perret, X., Staehelin, C., Broughton, W.J. 2000. Molecular basis of symbiotic promiscuity. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64(1):180-201.
Persello-Cartieaux,F., Nussaume, L. and Robaglia, C. 2003. Tales from the underground: molecular plant–rhizobia interactions. Plant Cell Environ.26:189–199.
Purvis, W. 2000. Lichens. Smithsonian InstitutionPress: Washington. 112 p.
Rai, A. N., Soderback, E. and Bergman, B. 2000. Tansley Review No. 116: Cyanobacterium-plant symbioses.New Phytol. 147:449-481.
Reinhold, B., Hurek, T., Fendrik, I., Pot, B., Gillis, M., Kersters, K., Thielemans, S. and De Ley, J. 1987. Azospirillum halopraeferans sp. nov., a nitrogen-fixing organism associated with roots of Kallar grass (Leptochloa fusca) (L. Kunth.). Int. J. Syst. Bacteriol. 37: 43-51.
Robson, R. L., and Postgate, J. R. 1980. Oxygen and hydrogen in biological nitrogen fixation. Annu. Rev. Microbiol. 34:183-207.
Schofield, S.C., Campbell, D. A., Funk, C. and MacKenzie, T.D.B. 2003. Changes in macromolecular allocation in nondividing algal symbionts allow for photosynthetic acclimation in the lichen Lobaria pulmonaria. New Phytologist 159: 709–718.
Scott, D. B., Farnden, K. J. F. and Roberts, J. G. 1976. Ammonia assimilation in lupin nodules. 263:705-707.
Segura, D. and Espín, G. 1998. Mutational Inactivation of a Gene Homologous to Escherichia coli ptsP Affects Poly-β-Hydroxybutyrate Accumulation and Nitrogen Fixation in Azotobacter vinelandii. J. Bacteriol. 180(18):4790-4798.
Sellstedt, A. and Atkins, C. A. 1991. Composition of amino compounds transported in xylem of Casuarina sp. J. Exp. Bot. 42:1493–1497.
Silverside, A. J. 2002. Caloplaca saxicola (Hoffm.)Nodin. Biodiversity Reference Pages. University of Paisley, U.K. Disponible en: http://www-biol.paisley.ac.uk/research/Asilverside/lichens/Caloplaca_saxicola.html. (Última visita 12 de noviembre de 2004).
Silvester, W. B., Harris, S. L. and Tjepkema, J. D. 1990. Oxygen regulation and hemoglobin. In The Biology of Frankia and Actinorhizal Plants, pp. 157-173. Schwintzer, C. R. and Tjepkema, J. D. (Eds.). New York: Academic Press.
Sly, L. I. and Stackebrandt, E. 1999. Description of Skermanella parooensis gen. nov., sp. nov. to accommodate Conglomerans largomobilis subsp. parooensis following the transfer of Conglomeromonas largomobilis subsp. largomobilis to the genus Azospirillum. Int. J. Syst. Bacteriol. 49: 541-544.
Smith, W.H. 1976. Character and significance of forest tree root exudates. Ecology 57:324-331.
Sprent, J. I. and Sprent, P. 1990. Nitrogen Fixing Organisms. Pure and Applied Aspects. Londo, U.K.:Chapman-Hall. 256 p.
Stanier, R. Y. and Cohen-Bazire, G. 1977. Phototrophic prokaryotes: the cyanobacteria. Annu. Rev. Microbiol. 31:225-274.
Stockholm University (S.U.). 2004. Establishment and communication in cyanobacterial - plant symbiosis: Molecular cyanobacterial-plant interactions.
Sundin, G. W. and Jacobs, J. L. 1999. Ultraviolet radiation (UVR) sensitivity analysis and UVR survival strategies of a bacterial community from the phyllosphere of field-grown peanut (Arachis hypogeae L.). Microb. Ecol. 38:27-38.
Tarrand, J., Krieg, N.R. and Döbereiner, J. 1978. A taxonomic study of the Spirillum lipoferum group, with description of a new genus, Azospirillum gen. nov., and two species Azospirillum lipoferum (Beijerinck) sp. nov. and Azospirillum brasilense sp. nov. Can. J. Microbiol. 24: 967-980.
Thoumire, E. 2004. Corraloid Roots of Cycads. In Chapter 3: Biology of Cycads. Disponible en: http://www.plantapalm.com/vce/biology/biology.htm. (Última visita 15 de noviembre de 2004)
Todar, K. 2004. Todar’s Online Texbook of Bacteriology. Important Groups of Prokaryotes. Disponible en: http://www.textbookofbacteriology.net. (Última visita 15 de noviembre de 2004)
Ureta, A. and Nordlund,S. 2002. Evidence for Conformational Protection of Nitrogenase against Oxygen in Gluconacetobacter diazotrophicus by a Putative FeSII Protein. J. Bacteriol. 184(20):5805-5809.
van Hove, C. and Lejeune, A. 2002. The Azolla–Anabaena simbiosis. Biology and Environment: Proceedings of the Royal Irish Academy 102B(1):23–26.
Vance, C. P., Miller, S. S., Driscoll, B. T., Robinson, D. L., Trepp, G., Gantt, J. S. and Samas, D. A. 1998. Nodule carbon metabolism: organic acids for N₂ fixation. In Biological Nitrogen Fixation for the 21st Century. Elmerich, C.,. Kondorosi, A and Newton, W. E. (eds.) Dordrecht: Kluwer pp. 443-448.
Verghese, S. and Misra A. K. 2002. Frankia–actinorhizal symbiosis with special reference to host–microsymbiont relationship. Current Sci. 83(4):404-408.
Virtual Cycad Enciclopedia (VCE). 2004. Disponible en: http://www.plantapalm.com/vce/species/cycas_revoluta.htm. (Última visita 15 de noviembre de 2004).
Walsh, K.B., Ng, B. H., Chandler, G. E. 1984. Effects of nitrogen nutrition on xylem sap composition of the Casuarinaceae. Plant Soil 81:291–293.
Wanntorp, L. and Wanntorp, H.E. 2003. The biogeography of Gunnera L.: vicariance and dispersal. J. Biogeography 30:979-987.
Weir, B. 2004. Rhizobia taxonomy: The current taxonomy of rhizobia. Disponible en: http://www.rhizobia.co.nz/Rhizobia_Taxonomy.html. (Última visita 15 de noviembre de 2004)
Wheeler, C. T. and Bond, G. 1970. The amino acids of non-legume root nodules. Phytochem. 9:705–708.
Wong, F. C.Y. and. MeeksJ. C. 2002. Establishment of a functional symbiosis between the cyanobacterium Nostoc punctiforme and the bryophyte Anthoceros punctatus requires genes involved in nitrogen control and initiation of heterocyst differentiation. Microbiol. 148: 315-323.
Yoon, H.S. and Golden, J. W. 2001. Pats and products of nitrogen fixation control heterocyst pattern. J. Bacteriol. 183(8): 2605-2613.

[1] Identificado en suelos de la Gran Sabana por Andrade y Cuenca (1998).

[2] Parmotrema stuppeum (Taylor) Hale, colectada en el estado Mérida por López 353 (VEN).

[3] Caloplaca saxicola (Hoffm.) Nordin, colectada en el estado Mérida por López 464 (VEN) y Marcano et al. 197 (VEN).

[4] Teloschistes chrysophthalmus (L.) Norm. Colectado en el estado Mérida por Vareschi 233 (VEN) y López 441(VEN).

[5] Sphagnum meridense (Hampe) Müll. Hal. Bolívar: Steyermark y Wurdack383 (MO); Trujillo: Griffin et al.1129 (MO);Sphagnum sparsum Hampe Bolívar: Steyermark et al. 109321 (MO), Mérida: Griffin y LópezPV-922 (MO);Sphagnum tenerumSull. & Lesq. ex Sull. Bolívar: Liesner19159 (MO);Sphagnum recurvum P. Beauv. Bolívar: Steyermark et al. 128356 (MO);Sphagnum sancto-josephense H.A. Crum & Crosby Trujillo: Dorr et al. 5055 (MO, NY); Sphagnum magellanicum Brid. Amazonas: Steyermark 129570 (MO);Sphagnum ornatum H.A. Crum Amazonas: Buck 10628 (MO, NY), Bolívar: Boom 9333 (MO, NY);Sphagnum perichaetialeHampe Amazonas: Steyermark 107519 (MO), Bolívar: Liesner 19951 (MO).

[6] Marchantia polymorfa L. Colectada en el estado Mérida: Pittier 12894(MO), Marchantia chenopoda L. colectada en el Distrito Federal: Agostini et al. 81 (MO).

[7] Mérida: Barclay 9628 (MO).

[8] Amazonas: Liesner y Carnevali 22784 (MO), Portuguesa: Liesner y González 12698; Zulia: Liesner y González 13188 (VEN).

[9] Alnus acuminata subs. acuminata Kunth ha sido colectada en el estado Mérida: Hahn y Grifo 3509(MO); Alnus acuminata var. ferruginea (Kunth) Regel colectada en la Cordillera de los Andes por Pittier 13239 (VEN).

[10] Morella pubescens (Humb. & Bonpl. ex Willd.) Wilbur, 2001 ha sido colectada en los estados Barinas: Croat 74592 (MO), Lara: Liesner et al. 7939, Mérida: Liesner 13849 (MO), Yaracuy: Trujillo y Ponce 18275 (MO), Trujillo: Trujillo et al. 18370 (MO). y Distrito Federal: Gentry et al. 41263 (MO).

[11] Rhamnus acuminataMaguire & Steyerm 1989. Colectada en el estado Amazonas: Maguire et al. 42496 (MO); Rhamnus sipapoenis Steyerm. Maguire y Politi 28656(MO).

[12] Prunus moritziana Koehne colectada en los estados Mérida: Hahn y Grifo 3341 (MO) y Yaracuy: Smith V10001.

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